Suelos degradados químicamente

Suelos degradados químicamente [Regeneración con asociaciones arbóreas]

Los suelos degradados químicamente por desgracia son más cada día. Por unos motivos u otros, los suelos se degradan debido a muchos motivos; erosión, monocultivos, degradación sistemática, utilización de fertilizantes químicos, laboreos intensivos, etc. Identificando malezas o malas hierbas podemos averiguar qué carencias o beneficios tiene nuestro suelo. Un método más artesanal, pero igualmente efectivo, es la utilización de las técnicas cromáticas.

Si nuestro bolsillo nos lo permite, podemos hacer un análisis general de suelo por zonas mediante empresas especializadas. Obtendremos datos específicos para tratar todo el terreno o zonas específicas. Así mejoraremos enormemente la producción de los cultivos.

Desde EstoEsAgricultura siempre recomendamos tratamientos amigables con el medio ambiente. Como el pastoreo de los terrenos (PRV), rotación de cultivos para mejorar zonas deficitarias, aplicaciones de tratamientos orgánicos, manejo forestal con especies arbóreas, etc.

Suelos deficitarios en nitrógeno.

La mayoría de los suelos pobres en el mundo son deficitarios en nitrógeno y en fósforo (1). La fijación biológica del nitrógeno puede ser utilizada como una herramienta de mejora en esos casos.

Las hojas de árboles fijadores de nitrógeno (AFN) se suelen usar para mejorar la fertilidad de suelos pobres ya sea en forma de mantillo o de abono verde; esta hojarasca suele ser de rápida descomposición, aunque existen grandes diferencias entre géneros. (2)

Cuando se utilizan AFN en sistemas agroforestales, la liberación de nutrientes desde la hojarasca debe estar en sincronía con la demanda del cultivo para obtener el beneficio buscado (3)

En la rehabilitación de suelos agotados por actividades agrícola/ganaderas intensivas se han utilizado pasturas y cultivos perennes o anuales (4) y también la reforestación con AFN como Acacia mangium, Alnus spp., Casuarina spp., Leucaena leucocephala, Mimosa scabrella y Paraserianthes falcataria (5).

El mayor crecimiento de los AFN respecto de los no fijadores puede generar en aquellos una mayor demanda de nutrientes del suelo (6), especialmente de nitrógeno, fósforo y magnesio (7), situación que puede limitar su crecimiento.

En un experimento de invernadero sobre un suelo deficiente en nitrógeno y fósforo, las especies Paraserianthes falcataria, Adenanthera pavonina y Schleinitzia insularum respondieron al agregado de fertilizante mostrando un mayor crecimiento temprano; este hecho demostraría que los árboles no eran capaces de fijar simbióticamente suficiente nitrógeno para producir el máximo crecimiento (8).

Huss-Danell (1986) encontró una respuesta incierta a la fertilización de Alnus incana en un suelo forestal degradado del norte de Suecia (pobre en nitrógeno y en materia orgánica), ya que los árboles no fertilizados crecieron más en 6 años que los fertilizados con nitrógeno.

La explicación podría ser que el nitrógeno agregado al suelo es asimilado por otras plantas que entonces mejorarían su competencia con los árboles por los nutrientes del suelo.

En cambio, se obtuvo una fuerte respuesta al agregado de cal, observándose mayor crecimiento y mayor biomasa de nódulos y de hojarasca.

Se concluye así que A. incana se presenta como una especie apropiada para mejorar el contenido de nitrógeno en suelos pobres, si se encala previamente.

En suelos infértiles de Malasia, abandonados por agricultura migratoria, Acacia mangium creció más que Leucaena leucocephala y mostró una buena producción de hojarasca que contribuyó a estabilizar el sitio contra la erosión (9).

Por el contrario, experimentos realizados en suelos de India empobrecidos por décadas de deforestación y mal uso de la tierra, permitieron concluir que no hay suficiente evidencia de que los AFN crezcan mejor que los no fijadores (10), sin embargo, no se verificó si los árboles tenían nódulos o si estaban fijando nitrógeno.

En suelos deficientes en nitrógeno, la selección de genotipos puede ser importante dada la variabilidad genética observada en algunas especies en cuanto a la FBN; en un experimento con Casuarina spp. las plantas de distintos orígenes inoculadas con Frankia tuvieron crecimiento más variable que las plantas bien fertilizadas con nitrógeno mineral (11).

Los AFN pueden estimular el crecimiento de la vegetación vecina debido a la descomposición de sus hojas ricas en nitrógeno, a la exudación radicular de nitrógeno fijado y al rol de las micorrizas (7)

En Puerto Rico se ensayaron interplantaciones entre Casuarina equisetifolia, Leucaena leucocephala y Eucalyptus robusta Sm.

La mezcla Casuarina-Leucaena tuvo la mayor biomasa tras 4 años de crecimiento mientras que la biomasa de Eucalyptus en la mezcla con Leucaena fue menor que en el monocultivo (12), indicando que el beneficio de una mejor nutrición de nitrógeno puede ser mitigado por competencia por otros nutrientes del suelo (7).

En general se acepta que la FBN es reducida o eliminada si existen altos niveles de amonio o de nitrato en el suelo (13), aunque este efecto podría ser contrarrestado por fósforo (Wall, 2000).

Algunos autores indican que el contenido de nitrógeno en suelos raramente es tan alto como para reducir la FBN (7).

Los suelos de Hawai presentan limitaciones en nitrógeno para el crecimiento de Eucalyptus (14), por lo cual se ensayan interplantaciones con AFN.

La costa húmeda de Hamakua en Hawai (4.600 mm anuales de lluvia), Eucalyptus saligna Sm. creció más en 5 años en mezclas 50:50 con Acacia melanoxylon (acacia australiana) o con Paraserianthes falcataria que en la plantación pura (Schubert et al., 1988).

Otro experimento, la mezcla Eucalyptus-Paraserianthes (50:50) sin fertilización durante 6 meses creció más que una plantación pura de Eucaliptus fertilizada cada 6 meses con nitrógeno durante los 3 primeros años. En cambio, en la costa sudeste más seca (1.700 mm anuales) la mezcla no funcionó tan bien.

Se concluye que en la costa húmeda la necesidad de fertilizar Eucalyptus con nitrógeno después del primer año pudo ser reemplazada por plantaciones mixtas 50:50 con Paraserianthes falcataria (14)

Otros experimentos realizados en Hawai, descriptos por Binkley y Giardina (1997), demostraron que la productividad de estas plantaciones mixtas dependería de complejas interacciones entre el suministro de recursos y la eficiencia de uso de los mismos, así como de características propias de cada sitio.

Las experiencias de Hawai y Puerto Rico también describieron complejos cambios químicos ocurridos en el suelo bajo los diferentes tratamientos, que deberían ser tenidos en cuenta para evaluar el proceso de rehabilitación del suelo degradado.

Suelos deficitarios en fósforo.

El fósforo es un nutriente esencial para la nodulación y para la FBN.

Las plantas dependientes de nitrógeno fijado simbióticamente tienen una alta demanda de fósforo (15), es decir, requieren más fósforo que las plantas dependientes de nitrógeno combinado del suelo (Hussein Zahran, 1999).

Experimentos con AFN tropicales muestran una respuesta significativa de la FBN al agregado de fósforo (1).

Se ha demostrado para algunas actinorrizas (16) que el requerimiento de fósforo para la nodulación es menor que para el crecimiento vegetal, observándose mayor respuesta al agregado de fósforo en el crecimiento de la planta hospedadora que en la formación de nódulos.

De todos modos, no estaría muy claro si esta alta demanda de fósforo se relaciona con el proceso mismo de FBN o simplemente con la nutrición general de la planta (7).

Según algunos autores (17), el fósforo afectaría la nodulación y la fijación de nitrógeno en forma indirecta a través del crecimiento de la planta (que tendría mayores requerimientos de este elemento que la FBN) y no por un efecto directo sobre el proceso en sí.

Por el contrario, se ha demostrado que el efecto positivo del fósforo en la nodulación de Discaria trinervis (18) y en Alnus incana (19) se explicaría como un efecto específico de ese elemento en la regulación del crecimiento de los nódulos.

En experiencias de laboratorio se ha observado que el fósforo ejerce un fuerte efecto en el crecimiento, morfología y actividad enzimática de cultivos puros de Frankia, sin embargo, su crecimiento y supervivencia en el suelo difícilmente estarían limitados por ese elemento (20).

Se ha reportado el importante rol de las micorrizas en la nutrición de leguminosas (21) y de actinorrizas (22) en suelos deficitarios en fósforo.

Con respecto a la interacción entre las simbiosis de micorrizas y de Rhizobium/Frankia, se han citado varios casos de efectos benéficos (sinergismo) en el crecimiento del árbol hospedador, dado que la micorrización mejoraría la asimilación de fósforo complementando la demanda por ese elemento que genera la fijación de nitrógeno.

En suelos pobres en fósforo, la doble inoculación mejoró la nodulación y la FBN en Acacia auriculiformis (23), en Cajanus cajan (24) y en Casuarina equisetifolia (25) respecto de la inoculación con Rhizobium/Frankia sin el agregado de micorrizas.

Por otra parte, también se reportaron posibles casos de antagonismo en la simbiosis tripartita de Gliricidia sepium (26).

Suelos salinos y alcalinos.

En la recuperación de suelos salinos se usan árboles, cultivos y pastos tolerantes a las sales; en casos de salinidad baja o mediana algunos árboles no fijadores adaptados a la salinidad pueden crecer mejor que los AFN (27).

La salinidad produce efectos tóxicos y estrés osmótico tanto en plantas como en rizobios; estos últimos cuentan con diversos mecanismos de adaptación a las sales (1).

Tanto para leguminosas como para actinorrizas, la nodulación y el funcionamiento de la simbiosis son mas afectadas por la salinidad que el crecimiento de los simbiontes Frankia y Rhizobium, mostrándose estos mas tolerantes que sus plantas hospedadoras (1).

El algarrobo (Prosopis chilensis, P. tamarugo) y el chañar (Geoffroea decorticans) habitan en desiertos de Chile y Argentina, siendo muy tolerantes a los suelos salinos (28).

Sesbania formosa, Sesbania sesban y Sesbania bispinosa toleran los suelos salinos y alcalinos en India, China y Pakistán (29).

Hippophae rhamnoides tolera en China suelos con pH 9,5 y con contenido de sales entre 0,6 y 1,1 %, mientras que Acacia nilotica tolera pH 9 y 3 % de sales solubles (30)

En áreas fuertemente salinas de Pakistán, con suelos de conductividad eléctrica (CE) entre 2,7 y 2,8 deciSiemens por metro (dS/m), Casuarina equisetifolia fue la mejor de entre 10 especies ensayadas (21).

Pero no todas las casuarinas son igualmente tolerantes a la sal. De nueve especies de Casuarina crecidas en hidroponia, C. equisetifolia, C. obesa y C. glauca fueron las más resistentes a las sales (31).

Pithecellobium dulce es adecuada para suelos sódico-salinos ya que tolera suelos con pH mayor de 10 y CE de hasta 35 dS/m (32).

Otras especies resistentes a los suelos salinos son Acacia ampliceps, Acacia farnesiana, Acacia nilotica, Acacia auriculiformis, Acacia holosericea, Casuarina equisetifolia, Casuarina glauca, Casuarina cunninghamiana, Casuarina equisetifolia, Elaeagnus angustifolia, Geoffroea decorticans, Hippophae rhamnoides, Leucaena leucocephala, Prosopis chilensis, Prosopis juliflora, Prosopis tamarugo, Sesbania formosa, Sesbania sesban y Sesbania bispinosa (33)

En suelos alcalinos se usan Acacia nilotica, Acacia auriculiformis, Acacia tortilis, Albizia lebbeck, Albizia procera, Alnus spp., Cajanus cajan, Casuarina junghuhniana, Dalbergia sissoo, Dichrostachys cinerea, Enterolobium cyclocarpum, Erythrina variegata, Hippophae rhamnoides, Pongamia pinnata, Prosopis spp., Sesbania formosa, Sesbania cannabina y Sesbania sesban (34)

El género Sesbania se muestra especialmente promisorio tanto en suelos alcalinos como salinos, pero existen grandes diferencias entre especies.

Por ejemplo S. grandiflora es muy sensible tanto a la salinidad como a la alcalinidad, S. aegyptica tolera mejor el estrés salino, S. glabra tolera mejor la alcalinidad y S. grandiflora muestra cierto carácter halofítico (35).

La germinación sería la etapa crítica para el establecimiento exitoso de árboles propagados de semilla en suelos salinos (36)

Se han reportado efectos benéficos del cloruro de colina, del ácido ascórbico y de la sacarosa en la germinación de especies de Sesbania en suelos salinos (37).

Sesbania sesban germina, pero no forma nódulos en suelos con CE mayor a 12 dS/m, y directamente no germina con CE mayor a 16 dS/m (38)

Las leguminosas tropicales bajo estrés salino-alcalino muestran un desarrollo de raíces laterales que las ayuda a sobrevivir en esos suelos (39).

En un experimento realizado en un suelo de pH 10,5 con especies resistentes a suelos alcalinos (Acacia catechu, Acacia nilotica, Al bizia lebbeck, Leucaena leucocephala, Pithecellobium dulce, Pongamia pinnata, Prosopis juliflora y Sesbania sesban), a las 30 semanas las plantas crecieron más cuando se plantaron en pozos profundos (100-120 cm) que en los de menor profundidad (40-60 cm), aunque no hubo diferencia en la supervivencia (32).

Tras 6 años de crecimiento en pozos profundos, Prosopis juliflora disminuyó el pH (desde 10,2 hasta 7,3) y la CE (desde 1,70 a 0,5 dS/m) del suelo superficial, mejorando también el contenido de carbono orgánico, potasio y fósforo disponible.

En la preparación de plantines de árboles en regiones muy áridas y calurosas, se ha recomendado no utilizar para riego agua con una salinidad mayor de 0,860 dS/m (40).

Suelos ácidos.

Se consideran ácidos los suelos con pH menor a 6,8 , aunque el crecimiento vegetal es afectado solo a pH inferiores a 5,0 (32).

Los suelos Oxisoles, Ultisoles, Ferrasoles y Podzoles son naturalmente ácidos (Szott, 1995), así como los suelos de regiones tropicales húmedas, muy meteorizados (41).

Los suelos ácidos son generalmente de baja fertilidad debido a niveles tóxicos de aluminio y manganeso y a deficiencias en calcio, magnesio, potasio y molibdeno (42) La acidez afecta tanto la supervivencia y persistencia de rizobios en el suelo como la nodulación y fijación de nitrógeno, las condiciones de acidez o de niveles tóxicos de aluminio o manganeso afectarían más a la planta que a los simbiontes y la nodulación sería más afectada que el crecimiento vegetal (1).

Se han citado varios mecanismos posibles por medio de los cuales los árboles (incluyendo los fijadores de nitrógeno) pueden crecer en suelos de bajo pH y pueden tolerar la baja fertilidad que acompaña a la acidez (1). Al tener los AFN mayores requerimientos en fósforo que los no-fijadores, su crecimiento en suelos ácidos sería muy dependiente de la formación de micorrizas (43).

Los suelos ácidos suelen corregirse por encalado con carbonatos de calcio y de magnesio (calizas, dolomitas), cal, silicatos de calcio o escorias industriales (41).

Se han citado mejoras en el crecimiento y la nodulación de AFN en suelos ácidos encalados (44); ya sea por el efecto corrector del pH o por una mejora en la nutrición del calcio.

Sin embargo, el encalado no mejoraría el crecimiento de AFN no adaptados a suelos ácidos como en algunas especies de Flemingia, Leucaena, Pithecellobium y Prosopis (45), o directamente lo empeoraría en suelos con alta saturación de aluminio (46).

Además, un encalado excesivo puede llevar a la alcalinización del suelo, con efectos inhibitorios tanto para las plantas como para sus simbiontes (1).

Muchos AFN adaptados a suelos ácidos también responden bien a la fertilización, lo que sugiere que existen límites nutricionales múltiples para el crecimiento que no se pueden aliviar por agregado de un solo nutriente (47).

Por ejemplo, se ha citado (45) que Gliricidia sepium y Paraserianthes falcataria necesitan calcio y Calliandra calothyrsus magnesio para crecer bien en suelos ácidos.

Otros AFN como Acacia mangium, Inga edulis y Calliandra calothyrsus crecen tan bien en suelos ácidos como en suelos más fértiles, pero igualmente responden a la fertilización (47).

Los sistemas de cultivos en callejón con un encalado leve, son muy útiles y económicos para la producción de cultivos en suelos ácidos de zonas lluviosas como en India (32) y Costa Rica (Lawrence et al., 1995), facilitando una mejor sincronía entre la liberación de nutrientes y su demanda por el cultivo en comparación con los sistemas de abono verde.

Sin embargo, la producción del cultivo no siempre es mayor que en el monocultivo con agregado de fertilizantes, aparentemente el problema no sería la cantidad de nitrógeno atmosférico fijado sino su transferencia al cultivo (48).

Muchos arbustos fijadores de nitrógeno presentan ventajas sobre plantas herbáceas presentando mayor cantidad de materia seca, mejor persistencia, mejor tolerancia al mal manejo y capacidad de retener el follaje bajo condiciones de estrés; características muy útiles en suelos ácidos (49).

En suelos ácidos de China se trabaja para obtener híbridos entre Leucaena leucocephala (apreciada por su valor forrajero y maderero) y las especies Leucaena diversifolia y Leucaena shannoni, que crecen mejor que la primera en suelos ácidos (50).

Cruzamientos similares entre especies de Leucaena se han ensayado en oxisoles de Colombia, Brasil y Malasia (51).

Powell (1995) ha realizado un inventario de AFN tolerantes a los suelos ácidos bajo diferentes condiciones climáticas.

De todos modos, los AFN no necesariamente funcionan mejor que árboles no fijadores adaptados a suelos ácidos, ya que estos últimos pueden reciclar mayores cantidades de calcio y magnesio, elementos que son más limitantes que el nitrógeno en suelos ácidos (45).

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Fuentes Bibliográficas.

  1. (Hussein Zahran, 1999)
  2. (Binkley & Giardina, 1997)
  3. (Powell 1995).
  4. (Francis et al., 1999)
  5. (Brewbaker et al., 1983; Dawson, 1986; Halenda, 1990; Halenda & Ting, 1993; Powell, 1996; Roshetko & Gutteridge, 1996)
  6. (Zheng et al., 1989)
  7. (Binkley y Giardina, 1997)
  8. (Moloney et al., 1986)
  9. (Halenda, 1988)
  10. (Puri & Naugraiya, 1998)
  11. (Sanginga et al., 1990)
  12. (Parrotta et al., 1994)
  13. (Marschner, 1986; Wall, 2000)
  14. (Schubert et al., 1988)
  15. (Marschner, 1986)
  16. (Reddell et al., 1997; Valverde et al., 2002; Yang, 1995)
  17. (Yang, 1995; Reddell et al., 1997; Sanginga et al., 1989)
  18. (Valverde et al., 2002)
  19. (Wall et al., 2000)
  20. (Yang et al., 1997).
  21. (Desmond, 1995; Chang et al., 1986; Gardezi et al., 1990; Manguiat et al., 1990)
  22. (Sidhu & Behl, 1992)
  23. (Sidhu & Behl, 1992)
  24. (De Lucena Costa et al., 1990; De Lucena Costa & Paulino, 1990)
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  31. (Diem & Dommergues, 1990)
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  46. (Hutton, 1995; Kass et al., 1995)
  47. (Szott, 1995)
  1. (Kass, 1995)
  2. (Argel y Maass, 1995)
  3. (Xu & Hongfeng, 1994)
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